Ошибки при заборе крови на анализы

В практике клинициста бывают неординарные ситуации, связанные с лабораторными исследованиями. Врач назначает анализы и получает результаты, совершенно не укладывающиеся в клиническую картину. Например, пациент тяжелый, и логично, что должны быть изменения, но их нет. Или наоборот, здоровый человек проходит медосмотр, а у него показатели общего анализа крови за пределами нормы. Как правило, основной причиной подобных казусов являются дефекты преаналитического этапа. 

О наиболее распространенных ошибках при заборе венозной крови для диагностических исследований рассказала заведующая клинико-диагностической лабораторией Городской гинекологической больницы Минска Дина Жуковская. 

Лабораторная диагностика

Почти 80 % ошибок при лабораторных исследованиях происходит на преаналитическом этапе, т. е. до того момента, как образцы биологического материала поступают в лабораторию. Их можно разделить на 3 группы:

• неправильная предварительная подготовка пациента к сдаче анализа,

• несоблюдение инструкций и технических требований в момент забора крови,

• нарушение условий при транспортировке образцов в лабораторию.

Основным регламентирующим документом, в котором подробно прописаны преаналитический этап и все требования к нему, является «Инструкция о порядке организации преаналитического этапа лабораторных исследований», утвержденная приказом Минздрава № 1123 от 10.11.2015.

Дина Жуковская:

Кровь из вены или из пальца?

Дина Жуковская:

Венозная кровь является лучшим биологическим материалом для гематологических, биохимических, гормональных, серологических и иммунологических показателей. В настоящее время практически все исследования выполняются из венозной крови, это стандарт.

Исследование капиллярной крови из пальца у взрослых и детей, пяточки у новорожденных допускается только в случаях, когда технически затруднена возможность венопункции:

• при ожогах большой площади,

• склонности пациента к венозному тромбозу,

• выраженном ожирении,

• острых состояниях, связанных с гипотонией, и др.

В зависимости от цели может проводиться анализ цельной крови, сыворотки или плазмы крови. В пробирках или системах, предназначенных для каждого вида, находятся коагулянты/антикоагулянты. 

Маркировка и антикоагулянты

Согласно приказу Минздрава № 1123, к применению разрешены два типа стандартных одноразовых систем:

• шприц-пробирка с поршневым или вакуумным способом забора крови,

• вакуумная система.

Каждая из них имеет несколько вариантов:

• по виду исследования,

• реагенту-наполнителю,

• размеру,

• объему пробы.

Вакуумные системы исключают контакт персонала с кровью пациента. Они подлежат процедуре государственной регистрации для применения в учреждениях здравоохранения (как государственных, так и коммерческих).

Дина Жуковская:

По международным стандартам сейчас все одноразовые вакуумные системы промаркированы крышками по цвету, чтобы средний медперсонал не мог случайно перепутать. При заборе сразу нескольких видов анализов наполнение пробирок должно быть строго последовательным. Вначале берется кровь в пробирки без антикоагулянтов, затем — с антикоагулянтами во избежание загрязнения ими иглы.

Желтый. Перед доставкой в лабораторию эти пробирки необходимо отцентрифугировать и получить сыворотку — идеальный биологический материал для определения биохимических показателей, гормонов, онкомаркеров. Современные системы для транспортировки сыворотки содержат специальный гель, который отделяет чистую сыворотку от сгустков эритроцитов и предотвращает смешивание. Если в учреждении систем с гелем нет, то перед транспортировкой полученную сыворотку нужно переместить во вторичную пробирку.   

Голубой. В системе содержится антикоагулянт — цитрат натрия. Забор крови на коагулограмму проводится только в эту пробирку. Исследуются плазма крови, факторы свертывания, антикоагулянтный потенциал и т. д.

Зеленый. В системе находится антикоагулянт гепарин. При смешивании с гепарином цельной крови полученный образец исследуется на газы крови, так называемый анализ КОС (кислотно-основное состояние), и другие биохимические показатели. 

Фиолетовый. В системе находится консервант ЭДТА. Используется цельная кровь при самом распространенном, простом и в то же время информативном ОАК, иммунологическом определении группы крови. Также может использоваться плазма при некоторых клинико-химических исследованиях.  

Помимо систем важен грамотный выбор диаметра иглы, которой берется кровь. Какие вены какими иглами пунктировать? Этот навык возможно приобрести только постоянной практикой и накоплением опыта. Существуют современные системы с камерой визуализации, что позволяет в момент пункции видеть, попала ли игла в вену. 

Некоторые медсестры с большим опытом применения обычных пробирок для забора крови и техники перетягивания вен жгутом испытывают неуверенность при использовании одноразовых вакуумных систем. По мнению Дины Жуковской, следует уделять больше внимания обучению этим навыкам и закреплению их на курсах повышения квалификации.

Важный момент — перемешивание

При заборе венозной крови нужно не только наполнить нужную пробирку, но и правильно перемешать, чтобы произошел контакт крови с антикоагулянтом, напыленным на стенках.

Техника перемешивания крови с антикоагулянтом тоже имеет значение. Не нужно пробирку трясти, взбалтывать, необходимо сделать около 10 ротирующих движений, затем перейти к наполнению следующей пробирки.

Дина Жуковская:

Сколько крови брать?

Вакуумные одноразовые системы облегчают задачу: нужный объем четко обеспечивается вакуумом. Но есть нюансы: при соблюдении техники забора скорость наполнения пробирки будет такой, что она заполнится ровно до метки. Только в этом случае достигается правильное соотношение кровь/антикоагулянт. 

Если в момент пункции вены и забора крови возникают препятствия (медсестра долго не может попасть в вену, начинает искать другую вену, кровь идет плохо из-за неадекватно подобранного диаметра иглы), то правильное соотношение кровь/антикоагулянт не будет достигнуто. Такой образец не следует отправлять в лабораторию!

Дина Жуковская:

Что делать, если медсестра не может попасть в вену?

Помогают более опытные сестры, обычно это медсестры-анестезисты.

Если пациенту назначен только ОАК, а у него очень плохие вены, то допускается забор капиллярной крови.

В случае тяжелого состояниях пациента, срочной необходимости анализа и невозможности обеспечить венозный доступ к периферическим венам выполняется катетеризация центральных вен. Это делается врачом, чаще всего в отделениях реанимации.

Дина Жуковская:

Из отделения звонят нам, и наш фельдшер-лаборант берет кровь из пальца. Но, повторюсь, такой вариант подходит лишь для общего анализа крови. Для всех остальных исследований нужна только венозная кровь. Если возможно перенести анализ на следующий день, то лучше так и поступить, особенно если пациент нервничает.

За рубежом пациентам в стационарах, как правило, ставят периферические катетеры, которые используются для внутривенных инфузий лекарственных средств. Это удобно и для персонала, и для пациента, особенно если назначений много. У нас такой подход пока не получил повсеместного распространения, хотя тоже применяется, особенно в педиатрической практике. 

Особенности взятия образца крови из катетера

Взятие образцов крови для исследований из установленного ранее катетера для внутривенной инфузии лекарственных средств допускается, но только при строгом соблюдении определенных условий.

Запрещен забор крови для исследования системы гемостаза (коагулограмма) из катетера, обработка которого проводилась гепарином. Необходимо обеспечить другой венозный доступ.

В катетере есть так называемая гепариновая заглушка, когда для предотвращения тромбирования вводится гепариновый раствор с физраствором в соотношении 100:1. Поэтому перед взятием крови на исследование из катетера его следует промыть физраствором в объеме, равном объему катетера, и обязательно утилизировать первые 5 мл взятой из катетера крови. Нужно, чтобы даже следов гепарина не оказалось в образце!

Дина Жуковская:

Иначе мы получим неадекватный результат, в частности, нехарактерное удлинение АЧТВ. Иногда мы вообще не можем определить этот показатель, потому что кровь совсем не сворачивается, и понятно, что у живого человека такого не может быть. В таком случае звоним в отделение или пишем в примечании: «Повторите коагулограмму. Вероятно попадание гепарина в образец».

У тяжелых пациентов в ОРИТ: при крайней необходимости срочного взятия образца крови на общий анализ у пациента, который в это время находится на инфузии через венозный или артериальный катетер, кровь берется из другого доступа. Медсестра обязательно должна указать в сопроводительном бланке факт того, что кровь бралась в момент инфузии, а также лекарственное средство. В лаборатории при выдаче результата будет учтен момент делюции (разведения) пробы. 

Транспортировка образцов

Доставка образцов с биоматериалом в лабораторию осуществляется в наиболее возможный короткий промежуток времени.

В учреждении со своей лабораторией герметично закрытые пробирки, установленные вертикально в штативы, относятся в лабораторию.

При транспортировке в централизованную лабораторию штативы с образцами крови помещаются в специальные промаркированные термоконтейнеры, оборудованные хладагентами для поддержания температуры 2–8 °С.

Основные требования при транспортировке: избегать перепадов температур, резких колебаний, воздействий прямых солнечных лучей, нахождения рядом с нагревательными приборами или оборудованием.

Дина Жуковская:

Недочеты, которые встречаются на данном этапе, обычно происходят в момент сбора образцов в отделении. Так, приходилось наблюдать ситуации, когда штативы стояли на подоконнике над батареей отопления или на столе у окна под яркими солнечными лучами. Конечно, клетки, ферменты в пробирках разрушаются — и качество таких образцов резко снижается.

Самое главное — достоверный результат

Дина Жуковская:

Согласно данным ВОЗ, более 70 % врачебных решений принимается на основании результатов лабораторных исследований. Они помогают поставить верный диагноз, назначить эффективное лечение, а в экстренной ситуации — коренным образом повлиять на тактику оказания помощи и спасти пациенту жизнь. Но самое главное в данном процессе — получить достоверные результаты. Они зависят от совместных усилий врачей, среднего медперсонала, специалистов лаборатории. В нашем учреждении этот процесс хорошо отлажен.

Манипуляции на преаналитическом этапе лабораторных исследований — основной источник ошибок и некорректных результатов. По данным литературы, погрешности на преаналитическом этапе являются причиной более 60% недостоверных результатов. На собственно аналитическом этапе исследования вносится, по тем же данным, не более 20% ошибок; при этом некоторая их часть также обусловлена предшествующими нарушениями на преаналитическом этапе (рис. 1).

Преаналитический этап начинается гораздо раньше, чем обычно описывается в учебных пособиях. Необходимо помнить, что любой лечебный процесс включает не только оценку диагностической ценности теста, но и необходимость назначения контролирующих, сопутствующих и дополнительных процедур и исследований. Поэтому назначение исследования и подготовку пациента к взятию биоматериала также следует рассматривать как составляющие преаналитического этапа.

Взятие биоматериала, транспортировка, хранение и пробоподготовка делятся на внелабораторную и лабораторную части. Основная задача этих этапов — обеспечение стабильности (сохранности) полученных биоматериалов и сведение к минимуму влияния различных факторов, изменяющих их качество.

Правильно проведенная преаналитическая подготовка — одно из основных условий точной лабораторной диагностики.

В настоящее время большинство клиник применяет вакуумный способ взятия венозной крови. Этот способ максимально удобен как для пациента, так и для медицинского персонала.

Компания «Greiner Bio-One» (Австрия) — один из ведущих производителей вакуумных систем для взятия биоматериала. Такие системы обеспечивают максимальную безопасность медицинского работника при взятии венозной крови благодаря тому, что полностью исключается контакт крови с окружающей средой. Однако даже при хорошем опыте работы с такими системами порой могут возникать проблемы.

Современные требования к получению биоматериала подробно описаны в Национальных Стандартах, однако, выполняя эти требования, медицинский персонал часто сталкивается с целым рядом сложностей:

1. Кровь не поступает в пробирку.

Возможно несколько причин этого, и для каждой из них существует свой способ решения:

2. При венепункции внезапно ток крови быстро прекращается, не наполнив пробирку.

В данном случае медицинский персонал должен обращать внимание на следующие возможные причины и знать пути решения проблемы:

3. Гемолиз в пробирке.

Гемолиз (повреждение эритроцитов во время взятия крови) — процесс повреждения эритроцитов, при котором гемоглобин выходит из них в окружающую среду. Кровь или взвесь эритроцитов превращается в прозрачную красную жидкость («лаковая кровь»). Гемолиз может сделать пробу непригодной для анализа. Основные причины и способы решения проблем следующие:

Подробнее остановимся на процедуре «прямого» переноса крови из шприца в вакуумную пробирку, когда пробку прокалывают иглой шприца, и кровь с усилием выдавливают поршнем. Данная процедура имеет ряд недостатков:

1. Перенос образца происходит под избыточным давлением, что приводит к вспениванию крови, гемолизу и денатурации белков.

Денатурация белков:

— искажает результаты, связанные с определением активности и концентрации всех белков и ферментов, активность которых напрямую зависит от сферической конфигурации молекулы белка;

— приводит к повышению мутности образца, что искажает результаты фотометрических методик;

гемолиз — основная причина отказа лаборатории принять образец к исследованию. Любая гемолитичная проба считается заведомо некорректной.

2. Перенос образца крови в пробирку с реагентами обусловливает необходимость точного дозирования, при выдавливании крови поршнем часто пробирка переполняется.

3. Манипуляции с открытой иглой несут риск ранения персонала контаминированной иглой.

Использование специального держателя для безопасного переноса крови из шприца в пробирку позволяет избежать этих проблем.

Держатель для переноса крови из шприца в пробирку из линии продукции VACUETTE предназначен для корректного переноса проб крови из шприцев. Конструкция держателя исключает риск травмы медицинского персонала и облегчает перенос крови без дополнительных манипуляций. Держатель соответствует рекомендациям H3-A5 CLSI (Институт клинических и лабораторных стандартов). Выполните следующие действия: наберите пробу крови в шприц, используя процедуру, принятую в Вашем медицинском учреждении (рис. 2, а),

Кроме того, при исследовании ряда показателей возможны другие ошибки, связанные с невыполнением специальных требований к преаналитическому процессу для данного параметра.

1. Определенное время взятия крови. В некоторых случаях кровь необходимо брать в определенное время: при приеме некоторых лекарственных препаратов, натощак и/или вследствие суточных колебаний биологических параметров (циркадного ритма). Важно, чтобы взятие таких проб производилось в течение строго установленного промежутка времени. Следует дать необходимые указания персоналу, проводящему венепункции, чтобы он точно соблюдал эти правила.

Примеры исследований, при которых требуется взятие крови в определенный промежуток времени:

— исследования показателей, изменяющихся в течение суток (например, глюкоза, кортикостероиды и другие гормоны, железо сыворотки крови);

— мониторинг терапии (например, протромбиновое время, АЧТВ, концентрация салициловой кислоты, дигоксина и других лекарственных препаратов).

Во многих из перечисленных ситуаций необходимо точно записывать на бланке направления дозу препарата и время его последнего приема, а также время взятия крови.

2. Особенности взятия крови для отдельных исследований:

— определение содержания алкоголя в крови. При взятии пробы для определения содержания алкоголя в крови дезинфекцию места венепункции следует проводить не содержащим спирт веществом (например, мылом);

— образцы для культивирования крови. При взятии, транспортировке и хранении образцов для культивирования крови необходимо соблюдать определенные временные и температурные условия. Кроме того, существуют различия в объеме крови, необходимой для культивирования. Обычно на один анализ необходимо взять 10-20 мл крови взрослого и 1-2 мл крови новорожденного;

— микроэлементы. В линии продукции VACUETTE представлены специальные пробирки для определения концентрации микроэлементов.

3. Особенности взятия крови с помощью катетеров. Существует ряд систем, качество которых имеет большое значение при проведении лабораторной диагностики у пациентов в клиниках ургентных состояний. В первую очередь это касается катетеров и фистул.

Постоянные катетеры обычно устанавливаются пациентам, находящимся в тяжелом состоянии, получающим массивную инфузионную терапию. Взятие проб крови из постоянных катетеров может привести к ошибочным результатам исследований из-за неполного промывания всей длины катетера. Это приводит к контаминации образца лекарственными средствами и/или разбавлению образца крови (рис.3).

Перед взятием пробы нужно удалить из катетера достаточное количество крови, чтобы быть уверенным, что проба не разбавлена и не контаминирована. Объем удаляемой крови зависит от внутреннего объема конкретного катетера. Для исследования системы гемостаза кровь рекомендуется сливать в количестве не менее 6 объемов катетера (5-7 мл), для других исследований — не менее 2 мл.

Если пациенту в экстренной ситуации при неотложной терапии установлена игла-бабочка с металлической силиконизированной иглой для внутривенного введения лекарственных препаратов или для взятия крови, то ее можно оставлять в вене на срок от 36 до 48 ч. Иглы-бабочки системы VACUETTE компании «Greiner Bio-One» (Австрия) предназначены для взятия венозной крови у детей и пациентов с труднодоступными венами для проведения быстрой и безболезненной венепункции. В линии продукции VACUETTE для взятия венозной крови есть как стандартные иглы-бабочки, так и иглы-бабочки SAFETY с механизмом защиты от укола иглой (рис. 4).

Если пациенту внутривенно вводятся растворы, по возможности не следует брать кровь из этой же руки. Показано, что кровь, взятая проксимальнее места внутривенной инфузии, разбавлена вводимым раствором. Кроме того, раствор может содержать исследуемый аналит. Результаты исследования крови в этом случае будут ошибочными. Необходимо найти место для взятия крови на другой руке. Иногда внутривенная инфузия может проводиться с обеих рук.

Удовлетворительные образцы могут быть получены при взятии крови дистальнее места внутривенной инфузии. Для этого рекомендуется следующее:

— отключить капельницу как минимум за 2 мин до венепункции;

— наложить жгут дистальнее места инфузии;

— выбрать вену, в которую не проводится инфузия;

— провести венепункцию.

На бланке направления должно быть отмечено, что этот образец брался из руки, в которую проводилась внутривенная инфузия.

Если вены недоступны, рекомендуется взять капиллярную кровь.

Из-за возможного возникновения ошибок при исследованиях следует избегать взятия крови из места внутривенной инфузии в течение первых 2 сут после ее отмены (рис. 5).

В заключение следует отметить, что в данной статье мы рассмотрели только некоторые вопросы, влияющие на преаналитический этап. Проблемы, связанные с преаналитическим этапом лабораторных исследований, не могут быть решены одним сотрудником и требуют совместных действий врачей, медицинских сестер и другого персонала лаборатории, участвующих в рабочем процессе лечебного учреждения. Надеемся, что рассмотренные выше ошибки, которые возникают при работе с вакуумными пробирками, и способы их решения, а также особенности взятия венозной крови позволят читателям произвести правильную оценку и повысить качество исследований.

Правильное проведение манипуляций при взятии анализов — залог обеспечения безопасности пациента и повышения качества проводимого в последствии исследования. Все это зависит от опытности медицинского персонала, качества вакутейнеров и стерильности в процедурном кабинете.

Специалисты должны быть осведомлены обо всех возможных трудностях и особенностях процедуры забора венозной крови для проведения анализов. О возможных проблемах мы поговорим далее.

Основные проблемы при заборе венозной крови и пути их решения

Необходимо помнить:

• концентрация калия в крови меняется, когда испытуемый энергично сжимает и разжимает кулак. Перед пункцией вены пациента нужно попросить крепко сжать кулак для установления местонахождения нужной вены.
• жгут не следует затягивать более чем на минуту, иначе он начнет концентрировать кровь и увеличит концентрацию белков, количество клеток и факторов свертывания в крови.
• неосторожное трясение или смешивание пробирки после взятия крови способно привести к разрушению эритроцитов с выбросом гемоглобина в плазму крови, а также к формированию сгустков. Недостаточное смешивание приводит к образованию небольших сгустков крови, что может оказать влияние на результаты анализа и вызвать повреждение анализатора.

Потенциальные трудности при заборе венозной крови

• Потеря сознания. Во избежание обморока предпочтительно, чтобы забор крови производился в положении испытуемого лежа.
• Образование гематом и синяков. Если начинает образовываться синяк, немедленно снимите повязку, извлеките иголку из венозного сосуда и наложите компрессионную повязку на место прокола.
• Петехиальное кровоизлияние. Это часто вызвано коагулопатией, медицинский работник должен быть готов к продолжительному кровотечению из места венепункции. Таким пациентам всегда следует накладывать компрессионную повязку.
• Отек. Не рекомендовано брать образец крови в месте отекания, так как результаты могут исказиться интерстициальной жидкостью в биологическом материала.
• Избыточный вес. У пациентов с избыточным весом бывает трудно отыскать и пунктировать вену. Также существует риск попадания в пробу большого количества интерстициальной жидкости и тканевого тромбопластина.
• Пациенты, перенесшие несколько венепункций, имеют поврежденные или склеротические вены. Таких венозных сосудов следует избегать при заборе биологического материала на анализ.
• Гемолиз (разрушение эритроцитов с выбросом гемоглобина в плазму крови).
• Скопление крови. К причинам данного осложнения относятся длительное давление на место сбора крови, а также затвердение или закупорка вен.
• Спавшиеся (неактивные) венозные сосуды.
• Венозный тромбоз после прокола часто развивается у пациентов, предрасположенных к гиперкоагуляции (формированию внутри кровеносных сосудов тромбов, препятствующих свободному току крови). Осложнения могут также возникать при повторных пункциях в одной и той же области.
• При несоблюдении правил асептики и антисептики возникают инфекционные осложнения.

При заборе крови в вакуумную систему необходимо строго придерживаться алгоритма. Используйте высококачественные расходные материалы, чтобы обеспечить безопасность процедуры для пациента и достоверность результатов анализа.

Наша компания предлагает большой выбор пробирок для различных анализов крови. Также у нас есть жгуты, спиртовые салфетки,

   Лабораторная практика традиционно делится на три этапа: преаналитический, аналитический и постаналитический. 

     Преаналитическая фаза включает в себя правильный отбор образцов, предоставление информации о пациенте, сбор и маркировку образцов, обработку образцов, сортировку, титрование и центрифугирование. Любой из этих шагов может быть пропущен, что приведет к неточным результатам, которые приписываются преаналитической фазе.

      Преаналитические ошибки при исследовани общего анализа крови чаще всего вызваны неверным пониманием запроса на анализ, неправильной маркировкой, контаминацией места отбора, гемолизом, сгустками, недостаточным количеством образцов, проблемами хранения и несоответствующей пропорцией крови к антикоагулянту или неправильным выбором антикоагулянта.

   Общая частота неточностей в лабораторных работах, согласно G. Lippi et.al. (2010), варьируется от 0,1% до 3,0%.  Считается, что преаналитические ошибки составляют от 46% до 68,2% ошибочных диагнозов, в то время как аналитические ошибки, которые были в центре внимания более ранних исследований, составляют лишь около 10% всех ошибочных диагнозов (Hammerling J., 2013). Кроме того, преаналитические ошибки составляют от 18,5% до 47% всех лабораторных ошибок. 

    Наиболее распространенными преаналитическими ошибками являются отсутствие медицинской информации, неподходящие контейнеры и потерянные образцы.

   Несмотря на то, что существуют международные стандарты отбора проб крови и стандартизации процесса тестирования, соблюдение руководящих принципов здесь крайне низкое, особенно тогда, когда лабораторный персонал не привлекается, а медсестры или врачи выполняют забор крови, частота преаналитических ошибок становится очень высокой. 

   Кроме того, критерии отбраковки образцов различаются в разных лабораториях.  Не хватает профессиональных данных по отчетности, анализу первопричин и стратегиям предотвращения лабораторных ошибок (Lima-Oliveira G, et.al., 2012).

   Наиболее распространенной преаналитической ошибкой являются изменения условий хранения из-за задержки при транспортировке, на которые приходится 19,45%, за которыми следуют пробы, забракованные из-за неверных медицинских записей- 19,16%. Общее количество забракованных разбавленных проб составляет 16,35%, а количество забракованных проб из-за неправильных пробирок составляет 16,01%). Отклоняется гемолизированных образцов — 15,13%. Немеченые образцы отклоняются в количестве 10,01%, а образцы со сгустками составляют 3,88% от общего числа забракованных образцов (Toor N., et. al., 2023)

    Низкая удовлетворенность пациентов напрямую связана с лабораторными ошибками и высокими затратами как для пациентов, так и для системы лабораторных услуг. 

    Негативное влияние лабораторных ошибок на лечение пациентов не ограничивается тем фактом, что они увеличивают время обработки, требуют дополнительных заборов крови и приводят к неточным диагнозам и неподходящим лекарствам; они также наносят ущерб репутации лаборатории и подрывают доверие пациентов к диагностическим услугам. Было подсчитано, что лабораторная ошибка оказывает негативное влияние на результаты лечения пациентов до 24,4% (Lippi G., et.al., 2006).

     Этот процесс приводит к увеличению финансовой нагрузки на систему здравоохранения. Согласно исследованию S. Green (2013), расходы на преаналитические ошибки составляют от 0,23% до 1,2% всего операционного бюджета больниц.  

Сбор крови

       Количество и концентрация дикалийэтилендиаминтетрауксусной кислоты (EDTA) в пробирке для сбора крови требуют, чтобы кровь собиралась до определенной отметки на пробирке. Если собрано слишком мало крови, разбавление образца может привести и к изменению параметров. Относительный избыток EDTA в таких случаях также влияет на морфологию клеток крови. 

Транспортировка крови

     Транспортировка образца должна исключать высокую температуру. Фрагментация эритроцитов при этом является признаком избыточного тепла. Ложно высокое количество лейкоцитов (WBC) при высокой температуре встречается чаще, чем ложно низкое. Известно, что в определенных ситуациях гематологические анализаторы обеспечивают ложное PLT, когда истинное количество тромбоцитов является адекватным. 

Физиологические и физические факторы, влияющие на показатели общего анализа крови

      Несколько физиологических и физических факторов могут повлиять на результаты CBC и затруднить установление референтных значений. Физиологические факторы включают возраст, этническую принадлежность, пол, сезон, время суток, питание, болезни, стресс, травмы др.

    К важным физическим факторам относятся место забора крови, наличие и тип антикоагулянта, а также обработка и подготовка образцов (Dyer D.Cervasio S.,2008). Любая интерпретация результатов должна учитывать эти факторы.

Преаналитические ошибки результатов общего анализа крови

Потеря образца

Отсутствие полноценного запроса на анализ

Неправильная маркировка (19,16% преаналитических ошибок)

Сбор крови

Контаминация места, в котором производится забор крови

Недостаточное количество образца крови

Неправильный выбор антикоагулянта, относительный избыток или дефицит EDTA (16,45% преаналитических ошибок)

Неправильные пробирки (16,01%)

Гемолиз in vitro (15,13% преаналитических ошибок)

Наличие сгустков крови (3,88% преаналитических ошибок)

Транспортировка

Задержка транспортировки (19, 45% преаналитических ошибок)

Неподходящие контейнеры

Высокая температура окружающей среды при транспортировке

<RBC (фрагментация эритроцитов)

WBC >

Неправильное хранение

Высокая температура окружающей среды при хранении

<RBC (фрагментация эритроцитов)

WBC >

Первоначальное замораживание с последующим охлаждением

Нарушение срока хранения образца крови при определенной температуре

Хранение крови

    Отложенный анализ проб по организационным, техническим причинам или проверке сомнительных результатов, которые необходимо уточнить — не редкость в клинической практике. Кроме того, реорганизация лабораторных служб по всему миру влечет за собой объединение небольших лабораторий в более крупные, что особенно важно в эпоху новых инициатив в области общественного здравоохранения. Большое количество образцов отправляется из периферийных центров в централизованную лабораторию на большие расстояния, тем самым происходит задержка на 12-24 часа или даже более. Более того, в выходные дни этот интервал может превышать 36 часов.  Это важно уситывать в связи с тем, что CBC является наиболее часто проводимым лабораторным тестом, дающим основную и ценную информацию не только для облегчения диагностики и направления дальнейшего тестирования, но и для мониторинга состояния пациента, включая оценку эффективности терапии.

   В большинстве случаев мы не можем сразу провести анализ, поэтому информацией о том, как долго мы можем хранить образцы для получения надежных результатов, должны владеть как сотрудники лаборатории, так и врачи. 

    В литературе большинства производителей автоматических анализаторов часто упоминается, что образцы крови, хранящиеся либо при комнатной температуре, либо при 4 ± 2°C (в холодильнике) до 24 часов, как правило, дают надежные результаты для общего анализа крови и автоматизированного дифференциального подсчета лейкоцитов. Однако, хранение при комнатной температуре может вызвать изменения этилендиаминтетраацетата (EDTA) и количественное влияние хранения на кровь, поскольку известно, что клеточные элементы обладают ограниченной стабильностью в EDTA. В то же время, было отмечено, что хранение в холодильнике крови с антикоагулянтом EDTA улучшает стабильность общего анализа крови (Gulati G., et.al., 2002).

   В соответствии с рекомендациями Международного комитета по гематологической стандартизации, максимальные интервалы хранения для общего и лейкоцитарного подсчета с автоматическим дифференциальным подсчетом стабильны при 4°C в течение как минимум 24 ч или даже до 72 ч, при этом существенные различия зависят от типа автоматизированного анализатора клеток крови.

     Для CBC образцы можно надежно хранить в течение 24 часов. Для более длительного хранения лучшим выбором будет охлаждение (при 4 °C). Интересно, что в некоторые моменты времени (1, 2 и 4 часа) PLT немного ниже. Хранение при 4 °C показало гораздо большую стабильность. За исключением 8 часов, до 3 дней статистических изменений не было. Преимущества холодильной камеры (4 ° C) очевидны для длительного хранения. Стоит отметить, что хранение образцов более 12 часов для метаболической панели может привести к ненадежным результатам. Разные авторы сообщают, что некоторые анализы крови стабильны до 72 часов после сбора, если хранить их при 4 ° C в холодильнике.

   Повреждение эритроцитов при хранении тесно связано с их внутренним энергетическим метаболизмом. Поскольку в эритроцитах нет митохондрий, полностью зависящих от гликолиза для получения энергии, молочная кислота, образующаяся в процессе гликолиза, будет снижать внутреннее значение рН клеток, тем самым снижая уровень метаболизма клеток и уменьшая производство АТP, что приводит к снижению уровня фосфорилирования фосфопротеинов и утрате деформируемости клеточной мембраны. Снижение уровня АТP в свою очередь уменьшает синтез 2,3-дифосфоглицериновой кислоты, а уменьшение значения рН и концентрации 2-магне3-дифосфоглицериновой кислоты сдвигает кривую кислородной диссоциации гемоглобина влево. АТP также является агонистом NO-синтазы. NO и гемоглобин в эритроцитах объединяются с образованием SNOHb и Hb(Fe~II) NO, которые участвуют в транспорте и метаболизме NO. Уменьшение АТP также влияет на ионный насос на клеточной мембране, что приводит к увеличению уровня К + в депонированной крови (Li L., et.al., 2022).

     Некоторые параметры, связанные с эритроцитами, такие как RBC, HB и MCHC менее стабильны при хранении при 4 °C, на что может повлиять первоначальное замораживание с последующим охлаждением (Lombardi G., et al., 2011). RDW значительно увеличивается после 24-часового хранения при комнатной температуре. Возможной причиной этого изменения может быть повышенный MCV (de Baca M., et.al., 2006).

    По данным D. Gunawardena et.al. (2017) среди параметров CBC лейкоциты (WBC), эритроциты (RBC), HB, MCH, нейтрофилы и лимфоциты стабильны при всех температурах (4 ± 2°С, 23 ± 2°С и 31 ± 2°С.) до 48 часов. Моноциты, эозинофилы, MCH, HCT и SV-RDW показали статистически значимые изменения при 23 ± 2°C и 31 ± 2°C. Значительное снижение количества тромбоцитов (PLT) и увеличение MPV и количества базофилов наблюдались при всех исследуемых температурах вплоть до 48 часов.

    Увеличение MPV наблюдается при всех температурах, причем этот показатель не считается очень стабильным для образцов крови, хранящихся в течение длительного времени. Его значения изменяются в первый период времени (1 час) и не имеют различий для температуры хранения (Wu D-W., et.al., 2017).  Четыре дня при 4 °C изменяют морфологию, движение и агрегацию тромбоцитов (Mahmoodi M., et al., 2006). MPV может иметь отношение к изменениям формы тромбоцитов, связанным со временем и формой, от дисковидной до сферической и набухания. Возможно, что тробмоциты, которые показывают повышение MPV, не будут подсчитаны машиной как тромбоциты, а будут помечены отдельно, что приведет к снижению PLT. Это говорит о том, что лучше всего оценивать PLT в течение 6 часов после забора крови.

     Во всех случаях результаты CBC обычно более стабильны, чем различные биохимические, например, метаболические панели и предоставляют надежные результаты даже через 24 часов хранения.

      Эритроциты, хранящиеся с добавлением прогестерона, имеют более высокие уровни АТP, меньший спонтанный лизис, более высокую осмотическую резистентность и более высокое поглощение метиленового синего в течение времени хранения, чем клетки, хранение которых происходит без добавления прогестерона. Этот гормон, по-видимому, находится в устойчивом равновесии между плазмой и эритроцитами в течении 42 дней хранения, и его количество в плазме почти вдвое больше, чем в клетках. После повторных промываний солевым раствором около 10% прогестерона остается прикрепленным к эритроцитам. Специфическая связь прогестерона с популяциями эритроцитов различной плотности показывает, что высокая удельная активность достигается в популяциях клеток низкой плотности (молодые клетки) в течение всего времени хранения (DeVenuto F., S M Wilson S.,1976).

.

Трансфузиология

   Во время хранения компонентов крови ex vivo биореактивные вещества, накопленные в среде хранения и вызвавшие изменения в эритроцитах, предоставили постоянные доказательства непрерывных изменений, приводящих к дисфункции эритроцитов и способны оказывать неблагоприятное воздействие на переливаемого хозяина (Gacko M., et.al., 2004). Удаление лейкоцитов и тромбоцитов как источника свободных радикалов в компонентах эритроцитов влияет на защиту оксидоредуктивного баланса в компонентах эритроцитов во время хранения.

Лейкоредуцирование или лейко-истощение относится к снижению количества лейкоцитов менее чем 5 × 10 6 остаточных донорских лейкоцитов в конечном продукте крови при сохранении 85% жизнеспособного исходного RBC.  Наличие лейкоцитов в компонентах крови является причиной нескольких осложнений.

    Лейкоредуцирование предотвращает фебрильные реакции, накопление цитокинов / хемокинов, избегая фебрильной негемолитической реакции трансфузии (FNHTR), уменьшая передачу цитомегаловируса и невосприимчивость к переливанию тромбоцитов (в концентратах тромбоцитов).

    Несмотря на использование аддитивных растворов, изменения морфологии и метаболизма эритроцитов ожидаются при хранении пакетов с кровью с лейко-редукцией и без нее. Хранение эритроцитов вызывает некоторые сложные структурные и биохимические изменения, которые называются поражением хранения эритроцитов (RCSL) 

   Биохимические изменения включают снижение активности фермента глюкозо-6-фосфатдегидрогеназы (G6PD) в качестве антиоксидантного фермента, увеличение везикуляции эритроцитов, потеря мембран эритроцитов, лизис мембран эритроцитов, снижение уровня 2,3-дифосфоглицерата (2,3- DPG), аденозинтрифосфат (АТФ) и снижение уровня глутатионредуктазы (GSH). Эти процессы сопровождаются снижением рН, увеличением активности фермента ЛДГ и концентрацией лактата.

  Эти изменения приводят к снижению функции и выживаемости эритроцитов после переливания. G6PD является важным ферментом в метаболизме эритроцитов и ключевым ферментом окислительного пентозофосфатного пути (PPP). В PPP никотинамид-аденин-динуклеотид-фосфат (NADP) превращается в его восстановленную форму, NADPH, которая необходима для GSH-опосредованной защиты от окислительного стресса поддерживая целостность эритроцитов.

    Также наблюдаются некоторые биохимические изменения концентратов эритроцитов при анаэробном гликолизе. В частности, наблюдается увеличение уровней калия (K +) и лактата и одновременное снижение уровней pH, глюкозы и натрия (Na +). Время хранения не влияет на уровни кальция (Ca ++) в концентратах RBC.

   Активность ферментов лактатдегидрогеназы и К + в эритроцитах значительно выше (в 20-160 раз), чем в плазме, и можно ожидать, что гемолиз приведет к увеличению этих аналитов.

       Cтатистически значимое увеличение активности лактат дегидрогеназы было показано в течение периода хранения в нефильтрованных эритроцитах. Активность фермента LDH в нефильтрованном эритроците по сравнению с LR-RBC увеличилась с 14-го дня хранения и была статистически признана значимой. Такие показатели, как MCV, MCH и MCHC, меньше всего влияли на хранение.  Другие авторы обнаружили, что MCV увеличился, а MCHC значительно снизился в течение периода хранения, которые оценивались каждую неделю. (Grezelbash B., et.al., 2018).

     J. Latham et al. (1982) наблюдали увеличение концентрации не только лактата, лактатдегидрогеназы, но и гемоглобина во время хранения. Консистенция свободного Hb и скорость гемолиза также были выше в нефильтрованном RBC по сравнению с LR-RBC во время хранения. Эти наблюдения указывают на возможное вовлечение лейкоцитов в большее повреждение эритроцитарной мембраны и благоприятное влияние лейкоредуцирования на качество сохраняемых единиц эритроцитов. Эти различия могут быть связаны с биологически активными веществами, такими как цитокины и гистамин, которые высвобождаются из лейкоцитов во время хранения, что оказывает непосредственное воздействие на мембрану эритроцитов и приводит к некоторым структурным и биохимическим изменениям.

     Согласно предложению Castro O., et.al. (2003), общая концентрация гемоглобина, лактатдегидрогеназа и концентрация лактата являются маркерами гемолиза.

      Sonker А. et.al. (2014) также сообщили, что лейко-фильтрованный RBC показывает меньшее повышение K +, LDH и гемолиза к концу периода хранения по сравнению с их нефильтрованными единицами. Присутствие лейкоцитов может быть причиной усиленного окислительного стресса. Эти авторы отметили, что активность ферментов LDH, гемолиз и повреждение клеточных мембран (калий, LDH, свободный гемоглобин) усиливаются в компонентах крови с высоким содержанием лимфоцитов.

Дельта – проверки

     Преаналитические ошибки, которые могут повлиять на результаты CBC, включают смешивание образцов, неправильное получение образца и нарушение целостности образца между моментом, когда образец был получен и когда он был доставлен в лаборатории. 

       Дельта-проверки — процесс маркировки различий в конкретных аналитах между последовательными анализами, являются одним из способов выявления таких проблем. Такие проверки эффективны при обнаружении некоторых вариантов преаналитических ошибок. 

    Среди обычно оцениваемых показателей CBC средний объем клеток, или MCV, и средняя концентрация клеточного гемоглобина, или MCHC, пригодны для дельта -проверок лучше всего. И тот, и другой показатель чрезвычайно стабильны в течении короткого срока — 24 часа. Например, суточный биологический коэффициент вариации MCV у здоровых людей составляет всего 0,5%.  Даже в ситуациях быстрого изменения других параметров эритроцитов, таких как острое кровоизлияние, MCV и MCHC не будут значительно изменяться в течение суток, поскольку ответ ретикулоцитов на острую кровопотерю не начинается в течение первых двух-трех дней.   За исключением переливания эритроцитов и редко острого внутрисосудистого гемолиза, нет неотложных ситуаций в состоянии пациента, которые бы значительно изменили эти показатели в краткосрочной перспективе. В случае острого гемолиза с гемоглобинемией, MCHC может быть изменен, в отличие от MCV, который будет оставаться стабильным.

    Из других проблем, связанных с анализом образца, гемолиз образца также поддается обнаружению с помощью дельта-проверок на основе MCHC. В этом сценарии RBC уменьшается, без изменений в HB и MCV, что приводит к увеличению MCHC.

     Загрязнение образцов внутривенной жидкостью и изменения количества клеток из-за свертывания образцов теоретически могут быть обнаружены дельта-проверками HB и HCT, а также изменениями значений RBC, WBC и PLT.  Однако нецелесообразно использовать дельта-проверки любого из этих показателей для обнаружения такого образца, поскольку быстрые изменения любого из них являются обычными у госпитализированных пациентов, причем, частота ложноположительных результатов будет здесь неприемлемо высокой. Тем не менее, внутривенное загрязнение приводит к пропорциональному снижению всех этих показателей.

    Следует также отметить, что выполнение дельта-проверок на MCHC имеет дополнительное преимущество для обнаружения неисправности анализатора, поскольку MCHC рассчитывается на основе трех параметров эритроцитов RBC, HB и MCV, которые измеряются непосредственно на большинстве гематологических анализаторов. Следовательно, проблемы в любом из этих измерений будут влиять на MCHC. Выбор пределов достоверности для дельта-проверок зависит от ряда факторов, в том числе от желаемого баланса чувствительности и специфичности и оцениваемой популяции пациентов. Статистический подход к дельта-проверкам может быть достигнут путем получения пар точек данных пациентов из репрезентативной популяции. Пределы, охватывающие желаемую долю населения (например, 95% или 99%), могут быть легко выбраны (Savage R., 2006).

Температура хранения

   Гемоглобин, количество эритроцитов, количество лейкоцитов, средний корпускулярный гемоглобин остаются стабильными   в течение по меньшей мере 24 часов при температуре 33 ° C. Гематокрит, средний корпускулярный объем и количество тромбоцитов стабильны в течение менее четырех часов при 33 ° C. Все вышеперечисленные параметры стабильны при 22 ° С и 4 ° С. Дифференциальная оценка HCT, MCV, PLT показала нестабильность в течение четырех часов при температуре 33 ° C.

     Некоторые параметры, связанные с эритроцитами, такие как RBC, HB и MCHC, менее стабильны при хранении при 4 ° C, поскольку на них может повлиять первоначальное замораживание с последующим охлаждением Изменение HCT и MCHC, несомненно, является следствием изменения MCV, поскольку эти параметры частично получены из последнего показателя.

Гемолиз in vitro

         Термин «гемолиз» происходит от латинского слова hemo (кровь) и лизиса (взломать) и означает разрушение клеток крови. Лаборанты обычно ограничивают значение понятия «гемолиз» эритроцитами (процесс, называемый эритролизом), которые составляют наибольший процент эритроцитов крови и игнорируют состояние других клеток крови. В связи с этим подходом методы оценки гемолиза зависят «исключительно» от измеренного количества свободного гемоглобина (fHB), выделившегося из разрушенных эритроцитов.  Напротив, небольшое количество авторов описывают «гемолиз» как разрушение всех типов клеток крови, а именно панцитолиз и заявляют, что лейкоциты и тромбоциты также могут поддвергаться гемолизу. Стоит отметить, что лейкоциты могут способствовать повышению уровня калия в состоянии лизиса.

        Гемолиз может происходить in vivo, при патологических состояниях или in vitro в связи с преаналитическими ошибками. 

          Гемолиз in vitro в преаналитической фазе является основной проблемой, с которой сталкиваются клинические лаборатории. Определяемый как разрыв мембраны эритроцита с экстравазацией гемоглобина и других внутриклеточных компонентов в окружающую плазму, гемолиз можно обнаружить визуально во время лабораторной оценки из-за изменения окраски плазмы от розового до красного после центрифугирования образца.

     Гемолиз in vitro обычно возникает в результате неадекватного забора крови, включая такие факторы, как использование игл малого диаметра, попадание остатков спирта с кожи в образец, трудности с поиском венозного доступа, маленькие и хрупкие вены, которые легко травмируются, и попытки неудовлетворительной пункции. Кроме того, неправильное обращение с образцами, такое как недостаточное заполнение пробирки для сбора, приводящее к избытку антикоагулянта, сильное встряхивание образца, воздействие чрезмерно высоких или низких температур и центрифугирование на очень высокой скорости в течение длительного периода времени, также являются факторами, которые могут нарушить структурная целостность клеток крови (Lippi G., et.al., 2008).

Факторы, способствующие гемолизу in vitro вследствие неадекватного забора крови

Использование игл малого размера

Попадание остатков спирта с кожи в образец

Трудности с поиском венозного доступа

Маленькие и хрупкие вены, которые легко травмируются

Неоднократные попытки плохой пункции

     Было показано, что с течением времени количество эритроцитов значительно снижается из-за гемолиза. Повышенная проницаемость клеток будет определяться увеличением MCV —  индекса, отражающего набухание эритроцитов. Изменение HCT и MCHC явно является следствием изменения MCV, поскольку эти параметры частично получены из MCV (Buoro S., et al., 2016).

    В работе G. de Longe et.al. (2018) образцы с высокой степенью гемолиза превышали спецификации качества для желаемой систематической ошибки, демонстрируя снижение эритроцитов (4,7%), гематокрита (6,6%), MCV (0,6%) и увеличение параметров: RDW (1,3%), MCH (1,5%), MCHC (2,5%) и количество тромбоцитов (36,7%). В то время как образцы с легкой степенью гемолиза имели умеренное увеличение MCH (0,6%), MCHC (0,7%) и количества тромбоцитов (1,4%). Авторами было замечено, что RCB имел погрешность -6,4% (от -22,8% до 10,0%), а HCT — погрешность -8,3% (от -25,7% до 9,2%), превышающую допустимые нормы ±1,7% для проб с высокой степенью гемолиза. Так, эти показатели могут быть занижены до 22,8% для эритроцитов и до 25,7% для HCT или завышены до 10,0% и 9,2% соответственно.

  Стоит отметить, что принцип измерения MCV сильно различается в зависимости от используемого гематологического анализатора. с помощью метода импеданса образцы с высокой степенью гемолиза могут демонстрировать умеренное изменение MCV (увеличение на 0,6%) с последующим увеличением RDW на 1,3%, что представляет собой широкий разброс примерно в 12%, оценивая пределы согласия и их доверительные интервалы.

Гемолиз образца крови, взятого для CBC

Высокая степень гемолиза

Снижение RBC (4,7%), HCT (6,6%), MCV (0,6%)

Увеличение RDW (1,3%), MCH (1,5%), MCHC (2,5%)

Отсутствии изменений HB

Увеличение PLT (36,7%)

Низкая степень гемолиза

Увеличение MCH (0,6%), MCHC (0,7%), PLT (1,4%)

    Сравнение образцов с разной степенью гемолиза показало снижение количества эритроцитов и гематокрита и увеличение средней концентрации корпускулярного гемоглобина и количества тромбоцитов в образцах с высокой степенью гемолиза. Согласно принятой клинической точке зрения, образцы с высокой степенью гемолиза превышают желаемую погрешность, демонстрируя снижение RBC, HCT и MCV, а также увеличение RDW, MCH, MCHC, PLT. Однако образцы с легкой степенью гемолиза показали лишь незначительное увеличение среднего корпускулярного гемоглобина, средней концентрации корпускулярного гемоглобина и количества тромбоцитов. (de Jonge G., et.al.,2018).

         Выяснение интерференционных механизмов гемолиза необходимо для более точного решения проблемы гемолиза in vitro. Гемолизированные образцы влияют на результаты испытаний по нескольким механизмам, таким как: композиционные помехи (из-за разницы между внутриклеточной и внеклеточной концентрацией аналитов), помехи сигнала в инструментальных измерениях и химической помехи в аналитических реакциях. Эти интерференционные механизмы могут сосуществовать в различных сочетаниях. Отказ от результатов анализа гемолизированных образцов может привести к задержке в диагностике, что угрожает безопасности пациента, а запрос дополнительного образца увеличивает рабочую нагрузку лаборанта и стоимость исследования.

     Вполне возможно, что клеточный дебрис и строма, образующиеся в результате распада эритроцитов, могут вызывать существенные аналитические помехи в подсчете тромбоцитов

Лабораторные исследования — более ранний и намного более чувствительный показатель состояния человека, чем его самочувствие. Результаты анализов отражают физико-химические свойства исследуемой пробы и дают объективную диагностическую информацию. Важные решения по тактике лечения врач зачастую принимает даже при небольших изменениях лабораторных показателей. Поэтому лабораторные исследования для диагностики и лечения заболеваний так важны. Однако результаты анализов далеко не всегда бывают правильными! Это связано с большим количеством факторов, способных оказать влияние на конечные результаты лабораторного тестирования.

Результаты лабораторных исследований подвержены влиянию биологической и аналитической вариации.

Биологическая вариация обусловлена внутрииндивидуальной вариацией, наблюдаемой у одного и того же человека, и межиндивидуальной вариацией, связанной с различиями между людьми.

К факторам, обуславливающим биологическую вариацию, относят:

1. Физиологические закономерности (влияние расы, пола, возраста, телосложения, характера физической активности и питания);

2. Влияние окружающей среды (климат, геомагнитные факторы, время года и суток, состав воздуха, воды и почвы в месте обитания, социально-бытовая среда);

3. Воздействие производственных и бытовых (алкоголь, никотин, наркотики) токсичных веществ, ятрогенных влияний (диагностические и лечебные процедуры, прием лекарственных средств);

4. Условия, предваряющие или сопровождающие взятие пробы (приём пищи и воды, физическая нагрузка, положение тела при взятии пробы, стрессорные и прочие факторы);

5. Время забора пробы, связанное с влиянием циркадных (суточных) ритмов и времени года;

6. Аналитическая вариация зависит от технологии анализа и используемого оборудования. Также к факторам, обуславливающим аналитическую вариацию, относят:

7. Методику взятия пробы (способ и погрешности процедуры, используемые средства, оборудование и консерванты);

8. Условия окружающей среды (температура, вибрации, тряска, интенсивность освещения) и продолжительность транспортировки биоматериала для исследования в лабораторию.

Недостоверные результаты могут быть вызваны ошибками, допущенными на разных этапах лабораторного исследования, затрудняя постановку диагноза и проведение адекватного лечения. Наиболее часто получение ошибочных результатов связано с внелабораторным (т.н. преаналитическим) этапом. Он включает в себя все стадии от назначения анализов врачом до поступления пробы в лабораторию. Именно с этим этапом связано 2/3 всех ошибочных результатов, которые могут обесценить проведенные исследования. Поэтому правильная организация преаналитического этапа – важнейший элемент обеспечения качества лабораторной диагностики.

Факторы, влияющие на правильность лабораторных исследований на преаналитическом этапе 

Прием пищи

Режим питания, состав пищи, перерывы в её приёме оказывают существенное влияние на многие лабораторные показатели. После приема пищи содержание отдельных веществ в крови может повышаться или подвергаться изменениям в результате последующих гормональных эффектов. Наиболее значительно прием пищи повышает содержание в крови триглицеридов и глюкозы. Увеличивается также содержание лейкоцитов (т.н. постпрандиальный лейкоцитоз). Определение многих веществ может затрудняться мутностью, вызванной появлением в крови после приема пищи мельчайших жировых частиц (хиломикронов). Их концентрация достигает максимума через 2-2,5 часа после приема пищи, а, затем, постепенно снижается до незначительной в течение 8-10 часов. В это время целый ряд лабораторных исследований крови может быть невозможен. Голодание, тоже, может искажать результаты исследований. У здоровых людей после двух дней голодания увеличивается концентрация билирубина в крови, после еды его содержание в крови, наоборот, снижается. 3-х дневное голодание в 2-3 раза снижает концентрацию глюкозы в крови, увеличивает концентрацию триглицеридов. После 2-4-недельного голодания в крови снижается концентрация общего белка, холестерина, триглицеридов, мочевины и липопротеинов, повышается выведение почками креатинина и мочевой кислоты. На фоне длительного голодания организм переходит в режим экономии энергии, для чего снижает концентрацию в крови гормонов щитовидной железы – тироксина и трийодтиронина. Одновременно, голодание ведет к увеличению содержания в крови кортизола и дегидроэпиандростерона.

Некоторые продукты и режим питания могут влиять на результаты биохимического исследования крови и мочи. Употребление жирной пищи может повысить в крови концентрацию калия, триглицеридов и активность щелочной фосфатазы. Потребление большого количества мяса, то есть пищи с высоким содержанием белка, может увеличить концентрацию в крови мочевины, аммиака и солей кальция в моче. Пища с высоким содержанием ненасыщенных жирных кислот может вызвать снижение в крови концентрации холестерина. Бананы, ананасы, томаты, авокадо богаты серотонином. При их употреблении за 2-3 дня до исследования мочи на содержание 5-оксииндолуксусной кислоты даже у здорового человека её концентрация может стать повышенной. Диета с низким содержанием соли может приводить к повышению уровня альдостерона в 3-5 раз. Напитки, богатые кофеином, увеличивают концентрацию в крови свободных жирных кислот, стимулируют выброс надпочечниками катехоламинов и повышают активность ренина. 

Прием алкоголя

Алкоголь снижает в крови концентрацию глюкозы, повышает концентрацию молочной кислоты, мочевой кислоты и триглицеридов. Прямое токсическое воздействие алкоголя на печень повышает активность в крови печеночных ферментов. Повышенное содержание в крови углевод-дефицитного трансферрина, холестерина, мочевой кислоты, активности гамма-глутамилтрансферазы (ГГТ) и увеличение среднего объема эритроцитов свидетельствует о хроническом алкоголизме.

Физическая нагрузка

Может оказывать как временное, так и продолжительное влияние. Преходящие изменения вначале проявляются снижением, а затем увеличением концентрации свободных жирных кислот в крови, двухкратным повышением концентрации аммиака и трехкратным — молочной кислоты. 1-2 часовые активные занятий в спортзале или 1-2 часовая игра в футбол приводит к временным изменениям активности креатинфосфокиназы (КФК), которые наблюдаются при обширных трансмуральных инфарктах. В меньшей степени повышается активность аспартатаминотрансферазы (АСТ) и лактатдегидрогеназы (ЛДГ). Эта ферментативная активность остается повышенной в течение суток. Физические упражнения влияют на показатели гемостаза: активируют свертывание крови и функциональную активность тромбоцитов. Длительная физическая нагрузка увеличивает концентрацию в крови половых гормонов, таких как тестостерон, андростендион и лютеинизирующий гормон (ЛГ).

При длительном постельном режиме, иммобилизации, малоподвижном образе жизни и ограничении физической активности повышается протромботический потенциал крови, возрастает риск спонтанного тромбообразования. Также, при длительной иммобилизации увеличивается выделение с мочой норадреналина, кальция, хлора, фосфатов, аммиака, в крови возрастает активность щелочной фосфатазы. 

Курение

Никотин и другие содержащиеся в табачной продукции вещества (их более 2000) изменяют секрецию некоторых биологически активных веществ. Курение приводит к увеличению концентрации гемоглобина, количества и объёма эритроцитов, снижает количество лейкоцитов. У курильщиков повышается концентрация карбоксигемоглобина, катехоламинов и кортизола. Изменение концентрации этих гормонов приводит к снижению количества эозинофилов; содержание нейтрофилов, моноцитов и свободных жирных кислот увеличивается. Потребление большого количества сигарет сопровождается также повышением активности гамма-глутамилтрансферазы (ГГТ). 

Эмоциональный стресс

Страх, испуг в момент взятия крови, боязнь операции, волнение перед визитом к врачу может влиять на результаты лабораторных исследований. Стрессорные воздействия сопровождаются временным лейкоцитозом; в крови снижается концентрация железа; увеличивается уровень катехоламинов, альдостерона, кортизола, инсулина, пролактина, ангиотензина, ренина, соматотропного гормона, тиреотропного гормона (ТТГ), повышается концентрация альбумина, глюкозы, холестерина, фибриногена. Сильное беспокойство, сопровождаемое глубоким и учащенным дыханием, вызывает дисбаланс кислотно-щелочного равновесия со снижением концентрации в крови молочной и жирных кислот. 

Пол пациента

Практически для всех лабораторных показателей установлены достоверные половые различия. В большей степени это относится к содержанию в крови гормонов (прогестерона, эстрадиола, тестостерона, 17-ОН прогестерона, лютеинизирующего гормона, фолликулостимулирующего гормона, пролактина), транспортных белков и биологически активных соединений. В меньшей степени это относится к другим соединениям и форменным элементам крови, но и там различия могут быть существенны. 

Возраст пациента

Содержание в крови большинства диагностически значимых веществ зависит от возраста и может значительно изменяться от рождения до старости. Наиболее ярко возрастные изменения проявляются в содержании гемоглобина, билирубина, активности щелочной фосфатазы, показателей липидного обмена, половых гормонов, адренокортикотропного гормона (АКТГ), альдостерона, ренина, гормон роста, паратгормона, дегидроэпиандростерона. С возрастом может меняться содержание маркеров онкологической настороженности, например простатаспецифического антигена (ПСА). 

Расовая принадлежность

Для некоторых лабораторных показателей установлены различия нормальных значений между людьми отдельных рас. В сложных клинических ситуациях эти различия нужно учитывать при оценке результатов лабораторных исследований. 

Индивидуальные уровни нормальных значений

Установленные нормальные (референтные) значения лабораторных показателей, дифференцированные в зависимости от пола, возраста и технологии анализа, характеризуют группу людей в целом. Однако, внутри любой возрастно-половой группы между отдельными здоровыми людьми наблюдаются также индивидуальные различия. Для некоторых лабораторных показателей эти различия между людьми одного пола и возраста могут быть многократными. С развитием лабораторных технологий, повышением точности исследований, накоплением медицинских знаний таким различиям придается все большее значение. Причина в том, что результаты исследований, присущие одному здоровому человеку, могут говорить о патологическом процессе в организме другого человека, особенно при рассмотрении их в динамике. 

Беременность

Беременность является нормальным физиологическим процессом, который сопровождается перестройкой работы многих органов, значительными изменениями выработки половых и тиреоидных гормонов, транспортных белков, адренокортикотропного гормона (АКТГ), ренина, а также целого ряда биохимических и гематологических показателей. Для правильной интерпретации результатов нужно знать срок беременности, когда была взята исследуемая проба крови. 

Менструальный цикл

Содержание женских половых гормонов изменяется в широком диапазоне в зависимости от фазы менструального цикла. Оценка результата таких исследований возможна только с привязкой к фазам цикла, для каждой из которых характерны свои диапазоны нормальных значений. Перед исследованием следует уточнить у врача оптимальные дни для взятия крови на анализ уровня фолликулостимулирующего гормона (ФСГ), лютеинизирующего гормона (ЛГ), пролактина, прогестерона, эстрадиола, 17-ОН-прогестерона, андростендиона, ингибина и антимюллерова гормона (АМГ). Изменения гормонального фона могут также отражаться на результатах биохимических и гематологических лабораторных исследований. Для правильной интерпретации результатов важно точно указать день менструального цикла, когда была взята исследуемая проба крови. 

Биологические ритмы

Все процессы в организме человека подвержены циклическим ритмам, таким, как циркадные и сезонные. Их влияние отражается на результатах лабораторных исследований. Циркадные (суточные) ритмы наиболее выражены для кортизола, адренокортикотропного гормона (АКТГ), альдостерона, пролактина, ренина, тиреотропного гормона (ТТГ), паратгормона и тестостерона. Отклонения их концентрации от среднесуточных значений могут достигать 400%, что обязательно должно приниматься во внимание. Например, циркадный ритм кортизола может быть причиной недостоверных результатов теста на толерантность к глюкозе, если он проводится во второй половине дня. Определяя индивидуальный циркадный ритм секреции гормона, когда в течение суток берется несколько проб анализируемого материала, в сопроводительных документах необходимо указывать точное время взятия каждой из них.

На циркадные ритмы, общие для всех людей, могут накладываться индивидуальные ритмы сна, еды и физической активности. В некоторых случаях следует учитывать сезонные влияния. Например, содержание гормона щитовидной железы трийодтиронина летом на 20% ниже, чем зимой. Содержание тестостерона, наоборот, несколько возрастает в теплое время года. 

Прием лекарственных препаратов

Влияние лекарственных препаратов на результаты лабораторных тестов может быть двояким. Нужно различать действие препаратов:

а) Прием которых ожидаемо приводит к изменению результатов лабораторных исследований и действие которых контролируется по этим результатам. При проведении такого мониторинга точное время взятия крови является очень важным параметром для правильной интерпретации результатов.

б) Лабораторный контроль за действием которых не предусмотрен, но которые способны повлиять на правильность результатов лабораторных исследований. Эти препараты и их метаболиты могут привести к получению неправильных результатов лабораторных исследований, оказывая незапланированное влияние на физиологические процессы или негативно воздействовать на технологии лабораторного анализа. Например, уровень тиреотропного гормона (ТТГ) снижается при лечении допамином, концентрация тиреоидных гормонов тироксина и трийодтиронина изменяется при введении фуросемида, даназола, амиодарона и салицилатов, а применение некоторых антиантацидных препаратов может повышать уровень пролактина у мужчин. Присутствие в биологическом материале контрацептивов, салицилатов, андрогенов может специфически (перекрестные реакции) или не специфически (интерференция) влиять на результаты лабораторных исследований при определении стероидных и тиреоидных гормонов, а также связывающих белков крови. Это лишь краткая иллюстрация множества возможных воздействий. Проведение медикаментозной терапии, могущей искажать результаты анализа, следует обязательно учитывать при назначении лабораторных исследований.

По этим причинам лекарства, мешающие лабораторному анализу, если они назначены не по жизненным показаниям; принимают после взятия биоматериала. Это относится и к любым внутривенным инфузиям. Загрязнение лабораторных проб инфузионными растворами — обычная и часто встречающаяся причина получения неправильных результатов лабораторных исследований. Для исключения этого пробы следует брать из другой руки, из вены, в которую не проводится вливание. Рекомендуется информировать лабораторию о том, когда и какое вливание было проведено пациенту и когда была взята проба крови. 

Диагностические и лечебные мероприятия

На результаты лабораторных исследований могут повлиять оперативные вмешательства, эндоскопия, диализ, внутривенные инфузии, пункции, инъекции, биопсии, пальпация, общий массаж, тепловые процедуры, эргометрия, функциональные тесты, введение рентгеноконтрастных веществ, лучевая и химиотерапия. Например, уровень простатаспецифического антигена (ПСА) может быть повышен в течение нескольких дней после массажа простаты, пальцевого исследования прямой кишки или катетеризации мочевого пузыря. Любые манипуляции с молочной железой или тепловые процедуры (например, сауна) приводят к увеличению уровня пролактина. Чтобы предотвратить такое влияние, пробы необходимо забирать до выполнения диагностических процедур, способных исказить результаты теста. 

Прочие факторы

Среди прочих факторов, влияющих на результаты лабораторных исследований, имеют значение географическое положение местности, высота над уровнем моря и температура окружающей среды. 

Положение тела при заборе крови

Положение тела пациента также влияет на ряд показателей. Переход из положения лёжа в положение сидя или стоя приводит к гидростатическому проникновению воды и фильтрующихся веществ из внутрисосудистого пространства в межклеточное (т.н. интерстициальное), составляющее 1/6 общего объема тела. Клетки крови, вещества, имеющие большую молекулярную массу и связанные с ними не могут проникнуть в ткани и остаются в сосудистом русле. Поэтому их концентрация в крови повышается, в среднем на 5-15%. С этим связана стандартизация положения пациента при взятии крови. 

Способ и место забора крови

Участок тела пациента, используемый для взятия крови и техника забора также могут оказать существенное влияние на результаты лабораторных исследований. Лучшее место для забора крови на анализы — локтевая вена. Венозная кровь — лучший материал не только для определения биохимических, гормональных, серологических, иммунологических показателей, но и для общеклинического исследования. Это обусловлено тем, что применяемые в настоящее время гематологические анализаторы, с помощью которых проводят общеклинические исследования, предназначены для работы с венозной кровью. В странах, где их производят, они сертифицированы и стандартизированы для работы только с венозной кровью. Выпускаемые калибровочные и контрольные материалы также предназначены для работы гематологических анализаторов именно с венозной кровью. Помимо этого, при заборе крови из пальца есть методические особенности, которые стандартизировать очень трудно: попадание в образец значительных количеств тканевой (межклеточной) жидкости, нарушение периферического кровотока, необходимость в разведении образца и др., что приводит к ошибкам, низкой точности и воспроизводимости результатов.

Использование капиллярной крови для исследований свертывающей системы (системы гемостаза) не приемлемо в принципе. Это связано с неизбежным попаданием в образец значительных количеств тканевой (межклеточной) жидкости. Тканевая жидкость содержит тканевый тромбопластин, активирующий свертывающую систему, что приведет к получению совершенно неправильных результатов.

Важны также способ и продолжительность наложения жгута на руку при заборе крови. Наложение жгута на период более 2 мин при заборе крови из вены может привести к увеличению концентрации в пробе белков, факторов коагуляции и клеточных элементов.

Капиллярную кровь из пальца для лабораторных исследований допустимо использовать лишь в следующих случаях:

1. При ожогах, занимающих большую площадь поверхности тела пациента.

2. При наличии у пациента очень мелких вен или их плохой доступности.

3. При выраженном ожирении пациента с затрудненным доступом к венам.

4. При установленной склонности к венозному тромбозу.

5. У новорождённых.

Пункцию артерий для забора крови используют редко (преимущественно для исследования газового состава артериальной крови). 

Хранение и транспортировка биологических материалов

Чувствительность компонентов биологических материалов, имеющих диагностическое значение и изучаемых в лабораториях, очень различна. Некоторые из этих компонентов способны выдерживать хранение и транспортировку при соблюдении определенных условий, другие – нет. По экономическим соображениям принято считать, что с использованием современных систем забора, методов консервации, соблюдении температурных режимов, хранение и транспортировка биологических материалов в течение ограниченного времени допустимы.

В ряде случаев это так. Тем не менее, известно, что многие важнейшие лабораторные показатели допускают очень ограниченную задержку между забором биологического материала и началом исследования. Ситуация еще больше осложняется тем, что одни компоненты лучше сохраняются при охлаждении, тогда как другие, наоборот, в таких условиях претерпевают ускоренную деградацию. Как очевидно, это значительно затрудняет хранение и транспортировку биологических материалов, учитывая, что компоненты с такими разными свойствами зачастую содержатся в одной пробирке. Нужно также учитывать различие между декларируемыми и реальными условиями сбора, хранения и доставки биологических материалов. При этом, стабильность многих компонентов крови и мочи в условиях лабораторной практики остается неизвестной.

Согласно ГОСТ Р 53079.4-2008 «Обеспечение качества клинических лабораторных исследований. Часть 4. Правила ведения преаналитического этапа», время доставки образцов в лабораторию не должно превышать 30-60 минут (для мочи – 90 минут), время от забора крови до ее центрифугирования (обязательный этап биохимических и коагулологических исследований) не должно превышать 1 часа. Также, согласно этому документу и другим авторитетным рекомендациям:

• Не рекомендуется транспортировка образцов цельной крови, используемой, в частности, для проведения ее клинического анализа.

• Определение скорости оседания эритроцитов (СОЭ) требует начала исследования не позднее 2-х часов с момента забора крови.

• Моча, собранная для общего анализа крови, может храниться не более 2-х часов, причем применение консервантов нежелательно.

• Для достоверного дифференциального подсчета лейкоцитарной формулы мазок крови должен быть приготовлен не позднее 3-х часов после ее забора.

Установлено, что в пробах крови, полученных от пациентов с выявленной патологией, могут усиливаться изменения, обычно наблюдаемые под влиянием времени и температуры. Это еще больше сокращает время допустимого хранения и транспортировки биологических материалов, поскольку стабильность компонентов может отличаться у разных пациентов.

Известно, что наименьшей стабильностью обладают показатели, характеризующие состояние свертывающей системы крови. Стандартным условием является проведение общих скрининговых исследований свертывающей системы в течение максимум 4-х часов с момента забора крови. Для т.н. интегральных исследований свертывающей системы крови (исследование тромбодинамики, тромбоэластография) временная задержка, связанная с транспортировкой образцов, недопустима в принципе – получение неправильных, дезориентирующих врача результатов происходит уже после 30-45-минутного промедления. Исследование тромбоцитарного звена свертывающей системы крови еще более уникально – это единственное из более чем 2500 лабораторных исследований, ведущееся на живых клетках. Последнее абсолютно исключает как транспортировку, так и любую задержку начала работы. Все сказанное тем более важно, что судить о состоянии свертывающей системы крови по концентрации или активности отдельных ее компонентов нельзя – значение имеет работа всей системы в целом. 

Периодичность лабораторных исследований

Повторные исследования широко используются для оценки эффективности проводимого лечения и прогнозировании исхода заболевания, лекарственном мониторинге, постановке симуляционных тестов. Чтобы избежать получения ошибочных результатов, интервалы между исследованиями должны выбираться с учетом продолжительности «жизни» определяемого вещества в организме, динамики его накопления и выведения при нормальных и патологических процессах, фармакокинетических свойств лекарственных препаратов.